PROSEDUR ANALISA KIMIA PANGAN

KARBOHIDRAT

Karbohidrat dalam bahan pangan merupakan nutrisi yang sangat penting. Untuk itu diperlukan tes-tes untuk mengetahui ada tidaknya karbohidrat maupun jumlah karbohidrat maupun jumlah karbohidrat yang terkandung dalam suatu bahan pangan.

Keberadaan karbohidrat dalam bahan pangan dapat dibedakan menurut ukuran molekulnya, yaitu monosakarida, disakarida dan polisakarida. Diantara disakarida dan polisakarida kadangkala ada yang meletakkan satu kelompok, yaitu oligosakarida. Salah satu sifat karbohidrat yang penting dalam hubungannya dengan tes laboratorium adalah kemampuan karbohidrat untuk mereduksi. Hampir semua monosakarida dan disakarida mempunyai kemampuan mereduksi (kecuali sukrosa).

Tes laboratorium karbohidrat dapat dilakukan secara kualitatif maupun kuantitatif. Tes kualitatif karbohidrat pada prinsipnya dikategorikan dalam 3 kelompok besar yaitu berdasarkan :

1.      Kemampuan mereduksi gugus aldehid.

2.      kemampuan menghidrasi gugus hidroksil yang memberikan perlakuan pada senyawa furfural yang terbentuk sehingga didapatkan produk yang berwarna spesifik.

3.      membuat komponen-komponen turunannya (untuk komponen murni).

A.   Tes Kualitatif

1.     Tes Molisch

Tes ini memberikan reaksi positif terhadap semua karbohidrat, baik yang bebas maupun yang terikat dalam senyawa, asal senyawa tersebut dapat membentuk furfural dengan senyawa H₂SO₄ pekat.

Lingkaran-lingkaran ungu yang terjadi diperkirakan merupakan hasil kondensasi dari furfural dengan α-naftol yaitu terbentuknya asam-asam keton aldonat. Bila terjadi lingkaran hijau adalah akibat pengaruh H₂SO₄ terhadap        α-naftol, yaitu terbentuknya 2-keto aldonic acid. Hal ini tidak berpengaruh dalam tes.

Cara kerja :

1. Ambil 1 gr contoh padat (I ml contoh air), encerkan dengan aquades dalam labu ukur 100 ml, kocok hingga homogen (larutan contoh 1 %)
2. Masukkan 5 ml sampel ke dalam tabung reaksi
3. Tambahkan 2 tetes larutan molisch
4. Kemudian tambahkan 3 ml asam sulfat pekat secara perlahan-lahan melalui dinding tabung
5. Amati perubahan yang terjadi (test tersebut positif bila terjadi lingkaran ungu)

2.     Tes Benedict

Tes ini digunakan untuk mengetahui adanya gugus pereduksi dalam karbohidrat. Apabila terdapat gugus pereduksi, ion Cu⁺⁺ pereaksi akan menjadi ion Cu⁺ atau Cu. Peristiwa ini ditandai dengan terbentuknya endapan merah atau warna larutan akan berubah menjadi warna karat. Tes lain yang menggunakan dasar serupa adalah tes fehling, hanya saja pereaksi pada tes ini kurang sensitif jika dibanding tes benedict.

Cara kerja :

1. Ambil 1 ml larutan sampel kedalam tabung reaksi
2. Tambahkan 5 ml reagen benedict
3. Kocok dalam penangas air selama 2 menit
4. Catat perubahan yang terjadi. 

3.     Tes Barfoed

Uji ini agak berbeda dengan uji-uji yang yang didasarkan pada reduksi Cu²⁺ sebelumnya, karena dilakukan dalam suasana asam. Pereaksi pada uji ini tidak tereduksi oleh gula-gula disakrida (misalnya laktosa dan maltosa), oleh karenanya uji ini berguna untuk membedakan monosakarida dari polisakarida.

Cara kerja :

Campurkan 5 ml pereaksi dengan 1 ml larutan sampel karbohidrat yang hendak diuji. Masukan kedalam penangas air yang mendidih selam 3 – 4 menit. Periksa akan terbentuknya endapan merah Cu-oksida.

4.     Tes Bial

Tes bial ini digunakan untuk mengetahui adanya gugus pentosa dalam karbohidrat. Hasil yang positif ditunjukan dengan warna hijau terang yang timbulnya mendadak.

Cara kerja :

1. Didihkan 5 ml reagen orsinol, angkat dari nyala api.
2. Tambahkan beberapa tetes larutan sampel secara hati-hati
3. Catat perubahan yang terjadi.

5.     Tes Seliwanoff

Tes ini menditeksi suatu ketose. Apabila suatu larutan ketose dipanaskan dengan larutan HCl pekat, akan terbentuk senyawa levulinic asam dan hidroksimetil furfural. Senyawa ini akan bereaksi dengan resorsinol membentuk senyawa kompleks yang berwarna merah. Senyawa aldose memberikan warna merah lebih lambat.

Cara kerja :

Ambil 5 ml reagen masukan dalam tabung reaksi. Tambahkan kedalam tabung reaksi beberapa tetes larutan sampel. Panaskan larutan tersebut kedalam penangas air. Amati perubahan yang terjadi, catat waktu yang diperlukan.  

6.     Tes Iodine

Tes ini dimaksudkan untuk uji polisakarida. Uji ini didasarkan pada reaksi antara iodine dan polisakarida untuk membentuk suatu kompleks pati-iod yang berwarna biru kehitaman. Pati serta hampir semua dekstrin, amilodekstrin dan glikogen menunjukan hasil yang positif. Perbedaan warna yang ditimbulkan dapat dibedakan antara amilose dan amilopektin.

Cara kerja :

Tempatkan kedalam tiap tabung reaksi larutan sampel karbohidrat sebanyak 2 ml dengan 3 tetes larutan pereaksi. Lihat perubahan warna bagi molekul makro yang tidak bercabang (amilose), akan memberikan warna biru. Sedang bagi molekul makro bercabang (amilopektin) akan memberikan warna hitam kemerahan.  

B.   Tes Kuantitatif

Cara kerja :

a.       Timbang 10 mg gula standard, larutkan kedalam aquadest sampai 100 ml.

b.      Sediakan 5 labu ukuran 100 ml, masukan dalam tiap labu larutan (1) masing-masing 2, 4, 6, 8, 10 ml. tambahkan aquadest sampai 100 ml aquadest dalam tiap labu.

c.       Sediakan 6 tabung reaksi, pipet 1 ml larutan dalam tiap labu dan masukan dalam tabung, sisa tabung diisi dengan aquadest sampai blanko.

d.      Tambahkan dalam tiap-tiap tabung 1 ml regen nelson. Reagen nelson dibuat dengan mencampur nelson A dan B dengan perbandingan A : B = 25 : 1.

e.       Panaskan semua tabung dengan air mendidih selama 20 menit. Kemudian dinginkan dengan gelas piala sehingga suhunya 25°C.

f.        Tambahkan kedalam semua tabung masing-masing 1 ml arsenomolibdat, gojog sehingga endapan yang timbul larut.

g.       Tambahkan kedalam semua tabung masing-masing 7 ml aquadest, gojog. Perikasa adsorbansinya pada panjang gelombang 540 nm.

h.       Buat kurva standardnya.

Perhitungan gula reduksi sampel :

1.      Timbang 0.1 gr sampel larutan dalam aquadest sampai 100 ml.

2.      Pipet 1 ml tabung reaksi dan tambahkan reagen nelson. Perlakuan selanjutnya sama dengan pada pembuatan kurva standard.

3.      Jumlah gula reduksi ditentukan berdasarkan adsorbasi sampel dan kurva standard larutan glukosa standard dengan persamaan regresi sederhana.

PROTEIN

Asam amino adalah senyawa organik yang paling sedikit mengandung satu gugus amina (NH₂) dan satu gugus karboksil (COOH), dimana gugus aminanya terikat pada atom karbon dari rantai asam asam karboksilat. Kedua gugus tersebut merupakan gugus fungsional dari asam amino.

Adanya gugus fungsional tersebut menyebabkan asam amino memiliki sifat amfotir dan membentuk struktur ion polar atau zwitter ion. Keadaan ini menyebabkan asam amino mempunyai titik lebur tinggi, tidak larut dalam pelarut non polar, sebaliknya mudah larut dalam pelarut polar.

Dari hasil hidrolisis protein secara sempurna dihasilkan 20 macam asam amino. Beberapa diantara ke-20 macam asam amino merupakan asam amino esensial. Selain asam amino, didapat pula asam amino yang memiliki berbagai fungsi antara lain : sebagai koenzim A, sebagai hormon dll. Sifat-sifat asam amino ditentukan oleh gugus fungsional yang dimilikinya.

Protein terdapat ditiap organisme, baik mikro maupun makro-organisme dan merupakan seyawa makro molekuler dengan BM yang besar (5000-25000). Protein merupakan bentuk polimer dari asam amino. Tiap asam amino bergandengan dengan ketiga yang dibentuk antara gugus karboksil asam amino yang satu dengan gugus amina dari asam amino berikutnya, membentuk rantai panjang yang disebut polipeptida.

Komposisi sebagian besar protein terdiri dari unsur – unsur pit (50-55%), H (6-7%), O (19-24%), N (13-19%), dan sejumlah unsur-unsur lain (S, P, Fe, Mn, I, Cu, Zn, dll.). Protein digambarkan sebagai komponen yang paling reaktif diantara komponen-komponen bahan pangan. Senyawa ini dapat bereaksi dengan gula-gula.

A. Tes Kualitatif

1. Uji Xanto Protein

Uji ini digunakan untuk mendeteksi asam amino/protein yang memiliki gugus indol dalam molekulnya, berdasarkan reaksinitrasi inti benzene yang terdapat di dalam molekul asam amino/protein (tirosin, fenilalanin, triptofan) akibat penambahan HNO3 pekat. Senyawa nitro yang terbentuk berwarna kuning. Pada penambahan alkali warna tersebut akan berubah menjadi jingga.

Reagen      :

HNO3 pekat, NH4OH atau NaOH 0,1 N

Alat           :

pipet ukur, tabung reaksi, pipet tetes, Bunsen, penjepit tabung, labu ukur       50 ml, Erlenmeyer, karet penghisap

Bahan       :

Larutan contoh, aquades.

.Cara kerja :

Ambil 2-3 ml larutan contoh dalam tabung reaksi, tambahkan 1 ml HNO₃ pekat. Amati perubahan yang terjadi. Dinginkan tabung reaksi dan perlahan-lahan tambahkan NH₄OH atau NaOH secara berlebih.

2. Uji Biuret

Dalam suasana basa, Cu²⁺ bereaksi dengan protein membentuk senyawa kompleks (berwarna violet) yang terjadi dari Cu dan N dari molekul ikatan peptida dan O dari H₂O. Reaksi ini dapat berlangsung baik pada senyawa-senyawa yang mengandung dua gugus CH₂NH₂, -C(NH)NH₂ dan –CONH₂.

Asam-asam amino tidak menunjukkan adanya reaksi dengan biuret, sehingga reaksi biuret dapat dipakai untuk menunjukan bilamana hidrolisis protein telah selesai. Reaksi ini sangat terganggu oleh adanya garam amonium yang berlebihan, karena amonium akan bereaksi dengan Cu²⁺ menjadi Cu (OH)₂ dan bisa juga membentuk Cu (NH₃)₄²⁺ akibat amonium berlebih , membentuk warna biru tua.

Reagen      :

NaOH 10 %, CuSO₄ 1%

Alat           :

pipet ukur, tabung reaksi, pipet tetes.

Bahan       :

Larutan contoh, aquades.

Cara kerja :

Masukkan 2 ml larutan contoh kedalam tabung reaksi, tambahkan 10% NaOH sebanyak 3 ml, kocok homogen dan tambahkan 2 tetes larutan CuSO₄ 1 % sambil dikocok perlahan-lahan. Amati perubahan yang terjadi.

3. Uji Ninhydrin.

Uji ini digunakan untuk mengetahui keberadaan asam amino secara umum. Penambahan larutan ninhydrin dalam suatu contoh yang mengandung asam amino akan menghasilkan perubahan warna biru pada larutan, kecuali prolin dan OH-prolin menghasilkan larutan berwarna kuning.

Reagen      : 

Larutan ninhydrin (1% triketohydrindehidrat), NaOH 0,1N, asam asetat 0,1N.)

Alat           : 

pH-meter, tabung reaksi, erlenmeyer 100 ml, pipet tetes, pipet ukur, bunsen, gelas piala, labu ukur.

Bahan       : 

Larutan contoh, aquades.

Cara kerja :

Masukkan 5 ml larutan contoh yang telah diatur ph-nya menjadi ph 5 dan 7 kedalam tabung reaksi. Tambahkan 0,5 ml larutan ninhydrin, panaskan sampai mendidih dan dinginkan. Amati perubahan warna yang terjadi. Tes disebut positif bila timbul warna biru.

4.     Pengaruh Asam Kuat Dan Alkali Serta Pengendapan Protein.

Reagen      : 

HNO₃ pekat, NH₄OH pekat, HCl pekat, asam asetat pekat, NaOH pekat, TCA 1%, asam pikrat jenuh, larutan ferrocyanide 4%

Alat           :

tabung reaksi, pipet tetes, erlenmeyer 100 ml.

Bahan       : 

contoh bahan, aquades.

Cara kerja :

Siapkan 7 tabung reaksi, masing-masing diisi dengan 2 ml reagen-reagen seperti tercantum diatas. Tambahkan secara perlahan-lahan larutan contoh melalui pipet sampai terjadi perubahan (endapan). Kocok tabung reaksi secara hati-hati dan amati yang terjadi.

5.     Pengendapan Protein

Prinsip      :

Protein akan mengalami pengendapan bila ditambahkan dengan TCA (Tri Chlor Acid ) dan asam pikrat.

Cara kerja :

Ambil 2 ml bahan, masukkan kedalam tabung reaksi. Masukkan ke dalam tabung asam pikrat jenuh, tetesi setetes–setettes dengan menggunakan TCA 1% dan amati yang terjadi.

6.     Reaksi Warna

a.     Percobaan Kadar N

Cara kerja :

Kapur natron (campuran NaOH dan Ca(OH)₂) dalam tabung reaksi di tambahkan larutan bahan. Dipanaskan, akan keluar amoniak, lakmus merah yang dibasahi akan menjadi biru.

b.     Percobaan dengan Pb Asetat

Cara kerja :

10 cc larutan bahan dan  3 cc NaOH 10% tambahkan satu atau dua tetes Pb Astetat, dipanaskan diatas penengas air. Hasil positif jika larutan itu mula-mula berwarna kuning kemudian coklat dan akhirnya hitam, serta Pb mengendap sebagai kolonic.

7.     Kromatografi Kertas Untuk Menentukan Jenis Asam Amino

Bahan       :

a.       Bak silinder

b.      Cairan solvent yang terdiri atas (n-butana ; asam asetat ; H₂O) dengan perbandingan (4 : 1 : 5).

c.       Kertas saring whatman 1 dengan ukuran setinggi bak silinder  dan lebar  4 – 5 cm.

d.      Ninhidrin 0,5% dalam campuran (n-butana : asam asetat : kalidin) (25:10:2).

e.       Macam-macam asam amino sebagai standart, misalnya : Alanin, Tirosin, Lisin.

f.        Larutan sampel yang akan diperiksa.

Cara kerja :

a.       Kertas sering ditandai dengan jarak 3 cm dari ujung bawah, kemudian diberi tanda dengan titik sebagai tanda zat yang akan diperiksa. Kemudian dari titik tersebut diukur 15 cm dan ditandai.

b.      Zat-zat ditotolkan pada titik tanda. Ingat : jumlah zat sekecil mungkin, kira-kira 10-50 mg

c.       Sewaktu menotolkan, titik tidak boleh berdiameter lebih mm agar hasil pemisahan menunjukkan bercak–bercak yang cukup jelas.

d.      Larutan yang lama keringnya dapat dibantu dengan alat pengering (dryer). Supaya diameter titik penotolannya tidak besar.

e.       Kertas ini kemudian dicelupkan kedalam cairan 1-2 cm dari ujung bawah, agar cairan itu (fase mobil) dapat diserap oleh serat-serat kertas sehingga setelan menyentuh totolan , zat tersebut dapat ikut diserap  dan dibawah kertas sampai garis tertentu  dalam waktu tertentu.

f.        Setelah sampai pada batas yang ditentukan kertas diangkat dan dikeringkan kemudian semprot dengan larutan nihhidrin.

g.       Titik-titik yang mempunyai warna ungu dapat ditandai dengan lingkaran .

h.       Bahan yang dianalisa di katakan positif jika sejajar dengan standar yang dipakai dan dapat ditentukan dengan jenis asam aminonya.

B.   Tes Kuantitatif

1.     Penentuan Total Nitrogen, dengan Mikro Kjeldhal

Prinsip      :

Bahan didestruksi dengan H₂SO₄ pekat. Nitrogen yang terdapat dalam bahan kemudian berikatan dengan H₂SO₄ membentuk (NH₄)₂SO₄ pada tahap distilasi, penambahan reagen NaOH-thio dan dengan adanya pemanasan akan membebaskan NH₃ dalam bentuk gas yang kemudian dikondensasikan dan di tampung oleh asam borat menjadi amoniumborat. Titrasi dengan HCl akan membebaskan kembali amonia yang kemudian berikatan dengan HCl membentuk amonium klorida.

Alat           :    

Perangkat alat destruksi, alat destikasi, buret, erlenmeyer, pipet tetes, pipet ukur, tiombang analitis.

Bahan       :

H₂SO₄ pekat, NaOH-thio, tablet kjeldahl, indikator pp, asam borat 4%, indikator MR-BCG, kertas lakmus, contoh bahan, aquades, HCl 0,02 N.

Cara Kerja :

a.   Destruksi  : 

Timbang 30 – 50 mg contoh bahan, masukkan ke dalam tabung Kjeldahl 50 ml, tambah dengan 0,5 gr tablet kjeldahl dan 2ml H₂SO₄ pekat. Panaskan selama 2 – 6 jam, sampai diperoleh larutan jernih dalam tabung, lalu dinginkan.

b.   Distilasi    : 

Tuang hasil destruksi ke dalam tabung distilasi. Tambahkan 5 ml aquades ke dalam tabung Kjeldahl untuk mencuci sisa larutan. Bilas kembali tabung Kjeldahl sebanyak 3 kali menggunakan 5 ml aquades. Tambahkan 2 tetes indikator pp dengan reagen NaOH-thio sampai suasana menjadi basa (larutan) berwarna merah muda.

Siapkan 5 ml asam borat 4 % yang telah diberi 4 tetes indikator MR-BCG dalam erlenmeyer 125 ml. Pasang tabung distilasi, mulut dari distilling tube harus terendam dalam asam borat. Distilat sudah tidak bersifat basa lagi (netral, uji dengan kertas lakmus).

c.   Titrasi       :

Hasil distilat dititrasi dengan 0,02 N HCl sampai tercapai warna merah muda.

(Blanko dibuat dengan mengganti contoh dengan aquades yang diperlukan sama sebagaimana prosedur diatas).

Perhitungan   :

% N =	( S – B ) x N’ HCl x 14.008	x 100%
	mg contoh

Dimana           :

      S             =    ml titrasi contoh

      B            =    ml titrasi blanko

      N            =    Normalitas HCl

      14.008    =    Berat atom Nitrogen

2.     Penentuan Kadar Protein (Spektrofotometri)

Alat dan Bahan :

a.       Spektrofotometer dan  Cuvet

b.      Sentrifug dan Tabung sentrifug

c.       Labu Ukur

d.      Larutan amido black

e.       Larutan sampel yang akan diperiksa.

Cara kerja :

a.       Ambil 5 ml susu atau larutan protein dan encerkan sampai 100 ml dengan aquadest.

b.      Dari larutan diatas, ambil 5 ml dan tambahkan 10 ml larutan amido black dalam tabung sentrifug 15 ml dan gojoglah. Diamkan selama 10 menit dan kemudian disentrifuge (2500 rpm) selama 5 menit.

c.       Ambil 3 ml supernatan dan encerkan menjadi 200 ml dalam labu ukur dan bacalah optical dencity (OD) dengan spektrofotometer pada panjang gelombang 615 nm.

d.      Buatlah blanko dengan mengganti 5 ml larutan contoh dengan 5 ml aquadest.

e.       Standarisasi spektrofotometer pada OD nol dengan aquadest dan bacalah OD blanko (dengan kuvet). Harga OD terkoreksi (OD-OD blanko) dipakai untuk menentukan kadar protein dengan membaca kurva standard.

Catatan     :

Kurva standard dibuat dengan larutan protein murni atau larutan protein yang telah diketahui kadar proteinnya dengan konsentrasi yang makin menaik, diperlukan dengan prosedur diatas. Gambar kurva dibuat untuk menunjukan hubungan kadar protein dengan OD-nya.

-     Untuk menghitung kadar protein mula-mula jangan lupa masukan faktor pengenceran

3. Menentukan Nitrogen Amino

Alat dan Bahan :

a.       Buret

b.      Erlenmeyer

c.       Formalin

d.      Indikator pp

e.       Larutan NaOH 0,1N

f.        Larutan sampel yang akan diperiksa.

Cara kerja :

a.       Timbang 1 gr bahan.

b.      Mengencerkan bahan dengan aquadest sampai 50 ml. Menguapkan bahan setelah ditambah aquadest dalam dandang sampai setengah bagian.

c.       Ditambah dengan aquadest sampai 50 ml dan disaring.

d.      Filtrat ditambah formalin 2 ml dan indikator pp 2 tetes.

e.       Titrasi dengan 0.1 N NaOH sampai berwarna merah jambu.

Perhitungan  :

% N Amino  =	ml NaOH  ( S – B ) x 14.008	x 100%
	gram S x 1000

LEMAK

Secara kimiawi lemak termasuk dalam kelompok senyawa organik ester yang terbentuk dari reaksi alkohol dengan asam organik komponen pembentuk lemak pada umumnya terdiri dari satu molekul  gliserol yang berkaitan dengan tiga molekul asam lemak, di kenal sebagai trigliserida.

Asam lemak terdiri dari satu rantai hidrokarbon dengan terminal gugus karboksil. Apabila seluruh Valensi karbon tidak terpenuhi, ikatan rangkap ini menentukan beentuk asam lemak tidak jenuh. Jumlah dan letak ikatan rangkap ini menentukan bentu asam lemak dan lebih jauh mempengaruhi pula sifat – sifat kimia dan fisiknya.

Minyak/lemak pada umumnya memiliki titik didih tinggi, tidak larut dalam pelarut polar, tetapi larut dalam pelarut organik ( eter, alkohol, kloform, benzena, dll). Dengan pelarut lemak, maka lemak dapat diekstraksi dari jaringan hewan dan tumbuhan. Hasil ekstrasi merupakan campuran kompleks.

Dalam keadaan murni, pada umumnya lemak tidak terasa, berwarna dan berbau. Warna lemak/minyak yang terdapat di alam disebabkan oleh macam – macam pigmen. Asam-asam lemak tak jenuh yang terdapat dalam lemak mudah mengalami kerusakan yang akan berpengaruh pada kualitas minyak secara keseluruhan. Oksidasi asam lemak tak jenuh misalnya akan menghasilkan macam-macam zat yang menyebabkan ketengikan (rancid). Zat tersebut tidak dicernakan oleh usus diantaranya bersifat racun.

A.   Tes Kualitatif

1.     Penentuan Bilangan Penyabunan

Pengertian   :

Angka Penyabunan adalah banyaknya milogram KOH yang dibutuhkan untuk menyabun 1 gram lemak/minyak.

Prinsip         :

Penyabunan adalah hidrolisa suatu ester. Penyabunan minyak dilakukan dengan menambahkan larutan KOH alkohol berlebihan. Kelebihan KOH dapat diketahui melalui titrasi dengan standar asam (HCI).

Reagen         :

a.       KOH alkohol ; 4% KOH dalam alkohol 95%

b.      HCl 0,5 N

c.       Indikator phenolphtalein

Cara kerja       :

a.       Timbang teliti 10 g minyak, masukkan ke dalam labu erlenmeyer.

b.      Tambahkan 50 ml KOH alkohol (gunakan buret) ke dalam erlenmeyer bahan dan blanko.

c.       Siapkan penangas air dan pendingin balik (Condensor).

d.      Sambung erlenmeyer dengan pendingin balik, panaskan dalam penangas air mendidih selama 30 menit (selama penyabunan, air dalam pendingin balik harus tetap mengalir).

e.       Dinginkan, kemudian dititrasi dengan HCl 0,5 N dengan indikator PP 3 tetes

f.        Titrasi sampai larutan berwarna merah muda

g.       Blanko juga dititrasi sampai warna merah muda (dengan prosedur yang sama dengan bahan).

h.       Lakukan standarisasi HCl.

Perhitungan :

Angka Penyabunan =	(ml HCl blanko–ml HCl bahan) x N HCl x BM KOH
	Berat minyak

2.     Penentuan Bilangan Iodium

Pengertian :

Angka Iodium adalah banyaknya miligram Iodium yang diikat oleh 100 gr minyak/lemak.

Prinsip      :

Adisi Iodium kedalam ikatan rangkap minyak/lemak. Kelebihan Iodium ditentukan secara Iodio metri.

Reagen      :

a.       Larutan  Hanus Timbang 13,2 g iodium, larutkan dalam : l glasial acetic acid panas. Tambahkan dengan hati-hati 2 ml larutan bromin. Aduk sampai homogen.

b.      Larutan Na₂S₂O₃  0,1 N

c.       Larutan Amilum 1 %

d.      Chloroform

Cara kerja :

a.       Timbang teliti 0.5 g minyak, masukan kedalam erlenmayer bertutup

b.      Tambahkan 10 ml Chloroform, kocok

c.       Tambahkan 25 ml larutan hanus (gunakan buret)

d.      Tutup erlenmayer, biarkan 30 menit di tempat gelap sambil dikocok-kocok perlahan-lahan

e.       Tambahkan 10 ml larutan Kl 15 %

f.        Cuci tutup erlenmayer dan dinding dalam labu erlenmayer dengan 50 ml H2O bebas CO2 dingin

g.       Tirasi dengan Na₂S₂O₃ 0.1 N sampai warna coklat muda, segera tambahkan 2 ml amilum 1 %

h.       Tirasi diteruskan sampai warna biru gelap hilang (sebelum warna biru hilang, erlenmayer ditutup dan dikocok kuat-kuat), lanjutkan tirasi sampai warna biru hilang

i.         Buat blanko dengan Prosedur yang sam, bahan diganti pelarut

j.        Lakukan standarisasi Na₂S₂O₃

Perhitungan :

Angka Iodium =	(m) Na2S2O3 blanko-ml bahan) x N Na2S2O3 x BM I2 x 100
	Berat bahan dalam gram

3.     Penentuan Bilangan Asam

Pengertian :

Angka asam adalah banyaknya mg KOH yang dibutuhkan untuk menetralkan bebas, yang terdapat dalam 1 gram minyak/lemak.

Prinsip      :

Asam lemak bebas yang terdapat dalam lemak/minyak dinetralkan oleh KOH

Reagen      :

a.       Alkohol 95 % (netral)

b.      KOH 0.05 N

c.       Indikator Phenolptalein (pp)

Cara kerja :

a.       Timbang dengan teliti 10 gr minyak, masukan kedalam labu erlenmayer

b.      Tambahkan 50 ml alkohol 95 % (netral)

c.       Panaskan sampai mendidih dan biarkan mendidih sambil dikocok perlahan-lahan

d.      Dinginkan dan tambah iandikator PP 3 – 4 tetes

e.       Tirasi dengan KOH 0.05 N sampai warna nerah muda pucatyang tidak hilang selama 20 – 30 detik

f.        Lakukan standarisasi KOH

Perhitungan  :

Angka asam  =	ml KOH x N KOH x BM KOH	x 100%
	berat minyak (g)

4.     Penentuan Angka Peroksida

Prinsip      :

Peroksida pada minyak tengik akan memecah ikatan KI. I3 yang terbentuk ditentukan secara iodometri.

Reagen      :

a.       Pelarut = 60 % asam asetat + 40 % chloroform

b.      KI jenuh

c.       Larutan Na₂S₂O₃ 0.1 N

d.      Amilum

Cara kerja :

a.       Larutkan 5 g tepat minyak (jelantah) dalam 30 ml pelarut yang terdiri dari 60 5 asam aetat + 40 % chloroform dalam erlenmayer bertutup, kocok hingga larut

b.      Tambahkan 0.5 ml larutan KI jenuh

c.       Diamkan 1 menit sambil kadang-kadang dikocok, tambahkan 30 ml H₂O

d.      Tirasi dengan larutan Na₂S₂O₃ 0.1 N sampai warna coklat muda (kocok dengan kuat). Tambahkan 1 ml indikator amilum 1 %. Campuran berubah menjadi biru gelap

e.       Teruskan tirasi sampai warna biru hilang

f.        Lakukan Standarisasi Na₂S₂O₃ 0.1 N

Catatan     :

Apabila titrasi kurang dari 0.5 ml, ulangi penentuan dengfan menggunakan larutan Na₂S₂O₃ 0.1 N

Perhitungan  :

Angka peroksida  =	mlNa2S2O3 x N Na2S2O3 x 1000	x 100%
	berat minyak (g)

B.   Tes Kuantitatif

1.     Penentuan Kadar Lemak Kasar (Crude Fat) Metode Soxhlet

Prinsip      :

Lemak diekstrasi oleh eter atau chloroform, setelah eter diuapkan lemak ditentukan secara gravimetri.

Reagen      :

¯     Diethil eter anhidrous atau Kloroform.

Cara kerja :

a.       Timbang dengan tepat labu minyak

b.      Timbang bahan kering (10 g)

c.       Masukan dalam timbel (bahan sebelumnya dibungkus dengan kertas saring bebas lemak).

d.      Masukan timbel kedalam soxhlet apparatus

e.       Tambahkan diethyl eter anhidrous/choloroforn secukupnya 2x eter turun + 10-15 ml untuk merendam timbel)

f.        Ekstraksi dilakukan dengan memanaskan soxhlet diatas penangas air selama 6 jam

g.       Lepaskan labu lemak dari apparatus, uapkan eternya (hati-hati, jauhkan dari api terbuka)

h.       Panaskan labu lemak dalam oven pada suhu 100°C selama 2 jam

i.         Dinginkan dalam desikator. Timbang dengan tepat beratnya.

Perhitungan  :

Kadar Lemak =	Berat labu dgn lemak – berat labu kosong	x 100%
	berat bahan kosong (g)

Catatan     :

Untuk bahan basah, perhitungan kadar lemak harus memperhitungkan kadar air kadar tersebut

2.     Penentuan Kadar Lemak Kasar (Crude Fat) Metode Manual

Prinsip      :

Lemak diekstrasi oleh campuran pelarut chloroform etanol, setelah pelarut diuapkan lemak ditentukan secara gravimetri.

Reagen      :

a.       Bahan contoh dihancurkan dengan campuran pelarut chloroform-etanol 2 : 1 selama beberapa menit. Untuk 2 gram bahan digunakan 40 ml pelarut

b.      Homogenat yang diperoleh didiamkan beberapa menit

c.       Kemudian disaring dalam erlenmayer bertutup 50 ml lewat kertas saring. Untuk analisa kuantitatif perlu diketahui berat erlenmayer

d.      Filtrat dicuci dengan menambahkan aquadest sebanyak 0.2 volume filtrat. Gojag dan diamkan sampai 2 bagian cairan terpisah. Cairan (bagian) aquadest dibuang, pencucian diulangi 3 kali dengan aquadest

e.       Untuk menjadikan larutan homogen kembali, dilakukan penambahan sedikit chloroform-etanol dan metanol secukupnya

f.        Larutan yang diperoleh dikeringkan dalam oven dan ditimbang setelah mendapat berat konstan.

VITAMIN

Vitamin merupakan zat organik yang jumlahnya sedikit dalam makanan dan dibutuhkan sangat sedikit oleh tubuh, berfungsi sebagai pengatur metabolisme tubuh. Nama vitamin pertama kali diungkapkan oleh Clasmir Funk (1912). Kata vitamin berasal dari kata vita (hidup) dan amina (zat yang tersusun dari bahan amin). Sejak ditemukan tidak semua vitamin mengandung bahan amin, penulisan kata vitamin dihilangkan huruf e-nya.

Berdasarkan zat pelarutnya vitamin dapat digolongkan menjadi vitamin larut lemak dan vitamin larut air. Yang termasuk vitamin larut lemak adalah vitamin A, D, E, dan K, sedangkan vitamin B dan C merupakan vitamin yang larut air.

Adapun sifat-sifst vitamin larut lemak dan vitamin larut air dapat dilihat pada tabel berikut.

Larut Air	Larut Lemak
-      Harus tesedia setiap hari dalammakanan -      Tidak dapat disimpan dalam tubuh -      Tidak dijumpai dalam bentuk prekursor/provitamin -      Muncul gejala akibat kekurangan cepat teramati -      Rusak dalam proses pemasakan atau pemanasan -      Tidak tahan terhadap alkali -      Larut dalam air	-      Tidak harus tersedia setaip hari dalam makanan -      Dapat disimpan dalam tubuh (di hati) -      umumnya dijumpai dalam bentuk precursor/provitamin -      Muncul gejala akibat kekurangan relatif lama -      Stabil selama proses pemasakan / pemanasan -      Tahan terhadap alkali -      Larut lemak

Vitamin mempunyai sifat fisis dan kimia yang spesifik, maka cara analisanya juga spesifik. Ada tiga cara analisa vitamin yaitu :

1.      Cara Biologis, yaitu merupakan cara analisis yang mula-mula dilakukan sebelum diketahui sifat-sifat fisik dan kimia dari suatu bahan makanan. Cara ini dilakukan dengan menggunakan hewan-hewan percobaan untuk mengetahui peranan vitamin dalam zat hidup

2.      Cara Mikrobiologis, yaitu dengan menggunakan bakteri/yeast/jamur. Untuk itu harus ditentukan jenis mikroba yang spesifik untuk pengujian satu jenis bahan makanan tertentu. Bahan yang dianalisa harus dimurnikan dahulu dari bahan lain yang kemungkinannya mempengaruhi aktivitas mikroba tersebut

3.      Cara Kimiawi, cara ini dilakukan berdasarkan sifat-sifat fisik dan kimia vitamin, lebih cepat dan murah dibanding cara yang lain. Namun demikian dengan cara ini hanya dapat diketahui vitamin secara kuantitatif.

Untuk mendapatkan data yang lengkap tentang kualitas dan kuantitas vitamin sering cara biologis dan kimiawi dilakukan bersama-sama.

Sebagai contoh analisis kadar vitamin dalam praktikum akan kita lakukan penentuan kadar karoten dengan metode spektrofotometri dan penentuan kadar vitamin C dengan titrasi iodium. Karena disamping murah, prosedurnya relatif mudah dilakukan dan dapat manfaat terutama untukpengembangan teknologi pangan dalam membantu mengatasi permasalahan pangan dan gizi.

A.   Penentuan Kadar Vitamin C Dengan Metode Titrasi Iodium

Prinsip      :

Ekstraksi vitamin C dengan menggunakan aquadest, yang dilanjutkan dengan titrasi iodometri menggunakan reagen iodium dan indikator amilum.

Reagen      :

1.      larutan iodium (I2) 0.01 N 100 ml. timbang x gram I2, larutkan dengan aquadest (yang telah didihkan ), masukan dalam labu seukuran 100 ml, sebelum tanda batas tambahkan 10 ml asam sulfat (H₂SO₄) 0.1 N dan 5 gram KI.

2.      indikator amilum 1 %

Prosedur   :

1.      Hancurkan bahan yang ada dengan menggunakan mortar/waring blender (jangan ditambah air)

2.      Timbang 30 gr slurry (bahan yang sudah halus) dan masukan kedalam labu seukuran 100 ml. tambahkan aquadest sampai tanda batas

3.      Saring dengan menggunakan kertas saring untuk memisahkan filtratnya.

4.      Pipet 20 ml filtrat dan masukan ke dalam erlenmayer. Tambahkan 2 ml amilum 1 % ( jika warna filtrat terlalu pekat, lakukan pengenceran dengan aquadest)

5.      Titrasi dengan menggunakan larutan iodium 0.01 N sampai titik akhir titrasi ( ditandai dengan terjadinya berubahan warna)

Perhitungan 

% Vit C =	ml Iod x 0.88	x P x 100%
	Gram sampel x 1000

P    = Pengenceran

B. Penentuan kadar karoten dengan Metoda Spektrofotometri

Prinsip      :

Ekstrasi Karoten dengan menggunakan pelarut lemak yang di lanjutkan dengan pembacaan menggunakan spektofotometer pada panjang gelombang 450 nm.

Reagen      :

1.      Petrolium Benzena

2.      Aseton

3.      Natrium sulfat (Na₂SO₄)

Prosedur   :

1. Timbang 0,5 gram contoh yang telah dihancurkan. Masukan ke dalam tabung reaksi.
2. Tambahkan 5 ml petrolium benzena dan 5 ml aseton, lakukan ekstrasi dengan menggunakan Vortex mixer. Tuangkan supernatan (cairan bening dari sampel) ke dalam tabung sentrifuge.
3. Lakukan ekstrasi (seperti prosedur no. 2) pada filtrat yang masih tertinggal. (Ekstrasi dilakukan 3x, sehingga diperoleh supernatan pada 3 tabung sentrifuge ).
4. Sentrifuge hasil ekstrasi yang ada pada tabung sentrifuge selama 2 menit pada 600 rpm.
5. Tuangkan hasil sentrifuge tersebut ke dalam satu corong pemisah.
6. Tambahkan 25 ml aquades ke dalam corong pemisah, kemudian gojog ( corong pemisah jangan di tutup ) keluarkan aquades dari corong pemisah. Ulangi prosedur no. 6 sekali lagi.
7. Tampung hasilnya dalam tabung reaksi yang telah berisi 0,5 gram Na₂SO₄. kemudian gojog . ambil 1 ml larutan ini, masukan kedalam kuvet spektro dan tambahkan 9 ml petrolium benzena.
8. Baca absorbansinya pada panjang gelombang 450 nm.     

Perhitungan :

Total Karoten (SI) =	A x V	x 0.33
	0.25 x gr sampel

A      = Absorbansi

V      = volume larutan dalam kuvet (ml)

MINERAL

   Mineral merupakan salah satu dari zat gizi yang dibutuhkan oleh tubuh, meskipun dalam jumlah sedikit namun sangat penting bagi tubuh. Sumber mineral bagi manusia didapat dari bahhn makanan, yang dalam analisa bahan makanan tertinggal sebagai abu, yaitu sisia yang tertiggal bila suatu salmpel bahan makan dibakar sempurna dalam suatu tungku.

   Mineral yang teerdapat dalam suatu bahan makanan dapat merupakan dua macam garam yaitu garam organik dan anorganik. Selain kedua garam tersebut, kadang berbentuk dsebagai senyawaan kompleks yang bersifat organis. Penentuan mineral dalam bahan hasil pertanian dapat dibedakan dalam dua tahapan, yaitu : penentuan abu dan penentuan individu komponen. Sebagai contoh penentuan kadar mineral dalam percobaan akan kita lakukan penentuan kadar calsium.

A. Penentuan Kadar Kalsium Dengan Metode Titrasi KMnO₄

Prinsip      :

Kalsium dapat sditetapkan dengan cara titrasi oleh KMnO₄ sebagai calsium oksalat setelah dilarutkan oleh asam sulfat. Dengan mengetahui banyaknya KMnO₄ yang dipakai, maka kadar Ca pada contoh daopat diketahui.

Reagen      :

1.      HCl pekat

2.      aquabidest

3.      BCG 0.2 %

4.      Na asetat 20 %

5.      Asam oksalat 3 %

6.      Amoniak 1 : 50

7.      H₂SO₄ 1 : 25

8.      KMnO₄ 0.05 N

B. Penentuan Kadar Besi

Prinsip      :

Pembentukan senyawa berwarna merah antara O-fenatrolin dengan ion besi (II)

Reagen      :

1. Larutan baku (standar) besi 0.1 mg/ml

2.      HCl 6 N

3.      HCl 3 N

4.      HCl 1 %

5.      Larutan hidrokuinon 1%

6.      Larutan O-fenantrolin 0.25 %

7.      indikator biru brom fenon

8.      larutan asma sitrat 25 %

Prosedur :

1.      Timbang sejumlah cuplikan yang nmengandung lebih kurang 1 mg besi dengan teliti dalam kurs porselin

2.      Arangkan perlahan-lahan dengan api kecil

3.      Abukan sampai bebas arang pada suhu kurang lebih 550 °C

4.      Tambahkan 5 – 10 ml HCl 6 N dan keringkan diatas penangas air

5.      Tambahkan 15 HCl 3 N Panaskan diatas lempeng paemanas sampai mulai mendidih

6.      Dinginkan, setyelah dingin saring kedalam labu terukur 100 ml

7.      Kedalam kurs tambahkan 10 ml HCL 3 N panaskan smpai mulai mendidih

8.      Dinginkan dan cairan ditambahkan kedalam labu terukur diatas

9.      Bilas kurs dengan air dan air bilasn ditambahkan kedlam labu terukur sampai pada batas. (A)

Pembuatan larutan standar :

-         Larutkan sebanyak 0.7021 gram amonium besi (II) sulfat hidrat dalam 1 l HCL 1 %

-         Pipet 10 ml larutan dan encerkan dengan HCl 1 % sampai 100 ml (B)

Cara penetapan :

1.      Pipet 5 ml larutan A; 3 ml, 4 ml, 5 ml, 7 ml, dan 9 ml larutan B. masukan kedalam gelas piala 50 ml

2.      tambahkan masing-masing gelas piala berturut-turut 1 ml larutan hidrokuinon 1 %, 2 ml larutan O-fenantrolin 0.25 % dan 3 tetes indikator biru brom fenol

3.      Atur pH larutan menjadi 3.5 dengan menambah larutan asam sitrat 25 %

4.      pindahkan larutan kedalam labu terukur 25 ml

5.      Bilas gelas piala dengan air dan air bialsan ditambahkan kedalam labu terukur dan tambahkan air sampai tanda batas

6.      simpan pada suhu 20 °C tidak lebih dari 2 jam

7.      ukur masing serapan pada panjang gelombang 510 nm

8.      sebagai blanko, digunakan larutan tanpa cuplikan yang diperlukan sama dengan larutan uji

Kadar Besi Dalam 100 Gr Cuplikan adalah

Besi   =  B  x	100	x	100
	V		Bu

Keterangan :

B      =    Bobot besi dalam mg yang didapat

V      =    Volume larutan uji yang dipipet

Bu    =    Bobot cuplikan yang ditimbang

C. Penentuan Kadar Fosfor

Prinsip      :

Pembentukan senyawa berwarna kuning jingga antara ortofosfat dengan campuran asam moloibdat dalam asam vanadat

Reagen      :

1.      HCl 6 N

2.      HCl 3 N

Prosedur   :

Larutan uji

1. timbang secara teliti sejumlah cuplikan setara lebih kurang 100 ml fosfor didalam kurs
2. arangkan dengan api kecil
3. abukan didalam muffel sampai bebas arang sampai suhu 550 °C
4. tambahkan 5 – 10 ml HCl 6 N dan keringkan diatang penangas air
5. tanbahkan 15 ml HCl 3N dan panaskan diatas lempeng pemanas sampai mulai mendidih
6. dinginkan dan saring kedalam labu terukur 100 ml
7. kedalam kurs ditambahlagi 10 ml HCl 3 N panaskan
8. dinginkan dandidinginkan kemudina tambahkan kedalam labu terukur
9. bilas kursair, dan bilasan ditambahkan kedalam labu terukur dan tambahair sampai tanda batas.(A)

Larutan baku

1. timbang 0.286 gr kalium dihidrogen fosfst yang telah dikeringkan selama 2 jam pada suhu 105 °C
2. larutkan dalam 100 ml air (B)

Cara penetapan :

1. pipet larutan A sebanyak 2 ml ; 1 ml, 2 ml, 3 ml, 4 ml, dan 5 ml larutan B, masukan kedalam 6 labu terukur 100 ml yang berbeda
2. tambahkan air 50 – 60 ml dan dibasahkan dengan beberapa tetes amonia pekat dan diasamkan dengan nitrat (1 : 2)
3. tambahkan 25 ml pereaksi Vanadat-molibdat dan encerkan sampai tanda, dicampur dan didiamkan selama 10 menit
4. ukur serapan masing-masing larutan pada panjang gelombang lebih kurang 470 nm
5. sebagai blanko, digunakan larutan tanpa cuplikan yang diperlukan sama seperti larutan uji

Kadar Fosfor Dalam 100 Gr Cuplikan adalah

Fosfor =  B  x	100	x	100
	V		Bu

Keterangan :

B      =    Bobot fosfor dalam mg yang didapat

V      =    Volume larutan uji yang dipipet

Bu    =    Bobot cuplikan yang ditimbang

PENENTUAN AIR DAN ABU

A.   Penentuan Kadar Air

Cara kerja :

¯     Panaskan oven pada suhu 95 °C, masukan botol timbang kosong kedalam oven dan keringkan 30 menit.

¯     Keluarkan botol timbangan dari oven, masukan eksikator dan tunggu sampai dingin kemudian timbang dan catat beratnya (a).

¯     Timbang 2 gr contoh dalam botol timbang catat beratnya (b), (b=a+2), kemudian keringkan botol + bahan dalam oven selama 2 jam.

¯     Keluarkan bahan dari oven, masukan eksikator dan tunggu sampai dingin kemudian dan catat beratnya. Masukan kembali bahan kedalam oven panaskan 30 menit

¯     Keluarkan kembali bahan dari oven, masukan eksikator dan timbang kembali beratnya. Prosedur diatas 4 – 5 diulang sampai diperoleh berat yang konstan (selisih 2 penimbangan berturut-turut tidak melebihi 0.02 ml). catat beratnya (c)

Perhitungan  :

% KA (brt basah) =	b – c	x 100 %
	b – a
% KA (brt kering) =	b – c	x 100 %
	c – a

Keterangan :

a    =    berat botol timbang  

b    =    berat botol timbang + sampel (bahan) awal

c    =    berat botol timbang + sampel (bahan) setelah dikeringkan

A.   Penentuan Kadar Abu

Cara kerja :

¯     Panaskan oven pada suhu 95 °C, masukan kurs porselin kosong kedalam oven dan keringkan selam 30 menit.

¯     Keluarkan kurs porselin dari oven, masukan eksikator dan tunggu sampai dingin kemudian timbang dan catat beratnya (a)

¯     Timbang 10 gr sampel kedalam kurs porselin, catat beratnya (b), (b=a+10), kemudian keringkan kurs porselin + sampel pada dalam oven selam 30 menit

¯     Keluarkan bahan dari oven, masukan eksikator dan tunggu sampai dingin kemudian timbang dan catat beratnya (c)

¯     Panaskan muffle sampai 300 – 400 °C. stabilkan suhu sampai waktu kurs-porselin dipindahkan.

¯     Masukan kurs porselin dalam muffle, pijarkan kurs dan isinya sampai diperoleh abu berwarna putih (+- 2 jam)

¯     Keluarkan kurs dari muffle, masukan dalam eksikator, tunggu sampai dingin kemudian timbang beratnya.

¯     Masukan kembali kurs beserta isinya kedalam muffle dan pijarkan kembali.

¯     Ulangi prosedur tersebut, sampai diperoleh berat konstan (d)

Perhitungan  :

% Abu =	d – a	x 100 %
	c – a

Keterangan :

a    =    berat kurs porselin

c    =    berat kurs porselin + sampel (bahan) setelah dikeringkan

d    =    berat kurs porselin + abu

IODAT DAN BAHAN BERACUN

A.   Analisis Iodat

Penggunaan Iodium sebagai pencegah penyakit gondok telah banyak dipraktekan oleh beberapa negara, yaitu dengan garam beriodium. Garam beriodium merupakan garam dapur yang ditambah  Iodium didalamnya atau di Iodisasi dengan senyawa Iodium. Bahan-bahan yang sering digunakan untuk iodisasi dapat berupa iodium, KI dan KIO₃.

Dalam percobaan ini akan dilakukan analisa secara kualitatif dan kuantitatif. Analisis kualitatif bertujuan untuk menentukan adanya Ion Iodat. Sedangkan analisis kuantitatif bertujuan untuk menentukan kadar Iodat yang terdapat dalam garam beriodium.

1.     Analisis Kualitatif Iodat

Kalium Iodat (KIO₃) dalam suasana asam dapat membebaskan Iodium dari senyawa Idotida. Iodium yang terbebas akan memberikan warna biru tua dengan larutan kanji.

Bahan       :

¯     Garam beriodium

¯     HCl pekat

¯     Larutan kanji

¯     Kalium Iodida (KI)

Cara kerja :

¯     Masukkan kurang lebih 0,5 gram contoh ke dalam tabung reaksi Pyrek dan tambah 5 ml aquades, kocok–kocok dengan sedikit pemanasan.

¯     Tambahkan 5 tetes HCl pekat dan sepuluh tetes larutan kanji.

¯     Tambahkan 1-2 butir kristal kalium Iodida (KI) sampai dikocok–kocok. Timbulnya warna biru tua menunjukkan adanya Iodidat.

2.     Analisis Kuantitatif Iodat.

Kadar KIO₃ dalam garam beriodium daapat ditentukan secara Iodometri. KIO₃ dalam suasana asam akan mengoksidasi garam–garam Iodida menjadi Iodium. Iodium (I₂) yang di bebaskan, dititrasi dengan larutan standar Natrium Thiosulfat (Na₂S₂O₃).

Reaksi       :

¯     KIO₃ + 5KI   + 6HCl   ------>    6KCI   + 3I₂      + 3 H₂O

¯     I2   +    2Na₂S₂O₃  ---------->   2NaI    + Na₂S₄O₆

¯     I2   + larutan amilum ( kanji ) menghasilkan warna biru

¯     Warna biru akan hilang jika larutan dititrasi dengan larutan Na₂S₂O₃

Bahan       :

¯     Larutan KIO₃ 0,005 N

¯     Larutan Na₂S₂O₃ 0,005 N

¯     Na CI  p.a.

¯     Larutan H₃PO₄ 85%

¯     Larutan kanji

¯     Kalium Iodida

Cara kerja :

a.       Pembuatan larutan standar primer KIO₃

Timbang dengan teliti 21,3 gram KIO₃ p.a. Larutkan sampai volume 1000 ml dalam labu takar. Larutan ini normalitasnya  0.1 N. Untuk membuat larutan 0,005 N, ambil 50 ml dengan pipet gondok masukkan kedalam labu takar 1000 ml. tambahkan aquades sampai tepat pada garis batas.

b.      Pembuatan larutan Na₂S₂O₃

Timbang kira–kira 25 gram Na₂S₂O₃5H₂O larutan dalam labu takar 1000 ml sampai tepat pada batasnya. Gunakan air yang telah di didihkan dan di dinginkan. Tambahkan kira–kira 0,1 gram natrium karbonat sebagai pengawet. Larutan ini normalitasnya 0,1 N.

Untuk membuat larutan 0,005 N, pipet sebanyak 5 ml dan encerkan dalam labu takar sampai dengan volumenya 1000 ml. 

c.       Penentuan Iodidat dalam contoh

Standarisasi Larutan Tiosulfat 0,005 N.

¯     Timbang 25 gram NaCI p.a dan masukkan ke dalam erlenmeyer 250 ml. tambahkan aquades 125 ml, dan kocok sampai semua garam melarut.

¯     Pipet sebanyak 5 ml larutan KIO₃ 0.005 N dan masukkan garam diatas.

¯     Tambahkan 2 ml larutan H₃PO₄ 85% dan 2ml larutan kanji.

¯     Tambahkan seujung sendok kecil kira-kira 0,1 gram kristal KI, kocok sampai larut.

¯     Segera titrasi dengan larutan Na₂S₂O₃  0,005 N dalam mikro buret, sampai warna biru tepat hilang (sisakan larutan Tio-sulfat yang diperlukan sebanyak A ml ).

Titrasi contoh garam beriodium

¯     Timbang dengan teliti 25 gram contoh garam beriodium masukkan ke dalam erlen meyer 250 ml.

¯     Tambahkan 125 ml aqudes dan kocok sampai semua garam melarut.

¯     Tambahkan 2 ml H₃PO₄ 85 % dan 2 ml larutan kanji.

¯     Tambahkan sujung sendok kecil kira-kira 0,1 gram kristal KI dan kocok sampai melarut.

¯     Segera titrasi dengan larutan Na₂S₂O₃ 0.005 N sampai warna biru tepat hilang, misalnya diperlukan B ml. 

d.      Perhitungan

Standirisasi larutan thio-sulfat 0,005 N dimaksudkan untuk mencari equivalensi larutan thio-sulfat terhadap KIO₃.

Langkah 1   :

Larutan 0,005 N KIO₃

=    21,3 x 50/1000 gram KIO₃/ml

=    1,065 ml gram/ml

Langkah 2   : 

5 ml larutan 0,005 N KIO₃    

=    5 x 1,065

=    5,325 ml gram KIO₃.

Langkah 3   :  

Larutan Na₂S₂O₃ yang dipakai untuk titrasi = A ml equivelen Thio Sulfat.

=    5,325/A  (ml gram KIO₃/ml thio-sulfat )

Kadar Iodat dalam garam beriodium dapat dihitung  :

Langkah  1  :

Larutan Na₂S₂O₃ 0,005 N yang dapat dipakai titrasi garam = B ml.

Langkah  2  :

25 gram garam memerlukan = B ml Na₂S₂O₃.

Langkah  3  :

1000 gram memerlukan

=    1000/25 x B ml Na₂S₂O₃

=    (1000/25 x B) x 5,325/A ml gram KIO₃

=    213 B/A ml gram KIO₃

Kadar KIO3 dlm contoh   = 213	B	ppm.
	A

B. Analisis Zat Warna

Zat warna sintetis lebihh banyak di gunakan untuk mewarnai makanan dan minuman daripada zat warna alam . zat warna ini biasanya bersifat asam atau basah yang termasuk golongan Coal Taid yes. Serat wool dan sutera mengandung protein amfoter yang mempunyai afinitas terhadap asam maupun basa dengan membentuk garam. Dengan mengamati perubahan warna benang wool yang telah dicelup dalam zat warna dengan berbagai pereaksi dapat ditentukan zat jenis warna tadi.

Percobaan ini bertujuan untuk mengidentifikasi adanya zat warna merah, Rhodamin B, yang sebenarnya diproduksi untuk mewarnai kertas, tekstil, kayu dan barang industri non pangan tetapi banyak digunakan untuk memberi warna makanan dan atau minuman.zat warna ini oleh pemerintah dinyatakan sebagai zat warna dilarang digunakan untuk mewarnai makanan.

Bahan       :

¯     Saus tomat

¯     Benang wool

¯     HCl pekat

¯     NaOH 2 %

¯     H₂SO₄ pekat

¯     HCl encer (1+9)

¯     NaOH 10 %

¯     NH₄OH 12 %

¯     Eter

¯     Asam asetat 0,5 %

¯     NaOH 0,5 %

Cara kerja :

Cara 1

¯     Larutan 1 sendok kecil saos tomat dalam air 30 ml, asamkam dengan HCl. Jika perlu saring dan tampung dalam gelas piala.

¯     Masukkan benang wool ( kurang lebih 20 cm ) didihkan selama 30 menit.

¯     Angkat benang wool dan cuci dengan air dingin

¯     Keringkan dan potong menjadi 4 bagian

¯     Uji masing-masing dengan HCl pekat, H₂SO₄ pekat, NaOH 10 % dan NH₄OH 12 % amati perubahan warna dan catat

Cara 2

¯     Larutkan 1 sendok kecil saos tomat dalam 24 ml air

¯     Basahkan dengan 5 ml NaOH 10 %. Jika ada zat yang tidak larut ambil contoh yang sama, didihkan dengan NaOH 2 % selama 1 menit kemudian saring

¯     Ekstraksi larutan atau filtrat dengan 30 ml eter. Jika perlu cuci ekstrak dengan 0,5 % pisahkan dengan corong pemisah

¯     Asamkan dengan 10 ml asam asetat

¯     Uji dengan HCl pekat, H₂SO₄ pekat, NaOH 10 % dan NH₄OH 12 %

¯     Amati perubahan warna yang terjadi.

C. Penentuan Hidrosianida (HCN)

Secara Kualitatif

¯     Menserasikan 50 gr bahan yang telah ditumbuk dalam 50 ml air pada erlanmeyer 250 ml dan tambahkan 10 ml larutan asam tartrat 5 %

¯     Kertas saring ukuran 1 x 7 cm dicelupkan dalam asam tikrat jenuh, kemudian dikeringkan diudara. Setelah kering dibasahi dengan larutan Na₂CO₃ 8 % dan digantungkan leher erlenmeyer diatas, dan tutup sedemikian rupa sehingga kertas tak kontak dengan cairan erlenmeyer.

¯     Kemudian di panaskan diatas penangas air 50° C selama 15 menit. Apabila warna orange dari kertas pikrat beruba menjadi warna merah berarti dalam bahan terdapat HCN

Secara Kuantitatif

¯     Timbang 10 – 20 gr sampel yang sudah ditumbuk halus ( 20 mes ), tambahkan 100 ml aquades dalam labu kejeldal dan menserasikan selama 2 jam

¯     Kemudian tambahkan lagi 100 ml aquades dan distilasi dengan uap (stem distilation). Distilat dityampung dalam erlen meyer yang sudah diisi dengan 20 ml 0,02 N AgNO₃ dan 1 ml HN₃.

¯     Setelah distilat mencapai 150 ml, distilat dihentikan. Distilat kemudian disaring dengan krusgooch, endapan yang mungkin ada dicuci dengan air.

¯     Kelebihan AgNO₃ dalam distilat dititrasi dengan K-tiosianat memakai indikator ferri.

1 ml AgNO3 = 0,54 HCN

Berat HCN  =	ml titrasi (blanko-cnth)	x 20 x	N AgNO3	x 0,54 mg
	ml titrasi blanko		0,02